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Universidad Nacional Autónoma de México

Universidad Nacional Autónoma de México. Análisis morfo-fisiológico de Tagete sp . inducida a estrés bioquímico por irrigación de aguas residuales. Barrios E. F. J. Cano S. S. A. Cayetano G. A. E. Chávez C. J. J. Pérez. G. R. Vargas C. B. G. . Introducción.

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Presentation Transcript

  1. Universidad Nacional Autónoma de México Análisis morfo-fisiológico de Tagetesp. inducida a estrés bioquímico por irrigación de aguas residuales. Barrios E. F. J. Cano S. S. A. Cayetano G. A. E. Chávez C. J. J. Pérez. G. R. Vargas C. B. G.

  2. Introducción • El desarrollo de la agricultura en las ciudades provoca que se intensifique el uso de los recursos acuíferos, destinados a riego de cultivos de tipo ornato y hortalizas provocando escasez (Pérez, 2002).

  3. Las aguas residuales se definen como el deshecho de agua que ha sido utilizada en actividades humanas. La composición de estas suele tener materia orgánica y químicos. (Torre-Muñoz et al, 2009).

  4. La composición de estas suele tener materia orgánica y químicos de uso domestico y de comercios (Torre-Muñoz et al, 2009). • El estrés bioquímico puede definirse como la alteración de las funciones metabólicas de las plantas debido a la presencia de agentes bióticos, abióticos, choque oxidativo, acumulación de metabolitos nitrogenados, los cuales ponen en riesgo la sobrevivencia de la planta (Basurto Sotelo et al, 2008).

  5. En particular es la Tagetesp. o flor de cempasúchil, la cual como algunos cultivos de interés económico podría verse afectada por el riego de aguas residuales debido a la escasez de un riego con agua limpia. • De este modo suponemos que la irrigación con aguas residuales sobre el cultivo de Tagetesp. puede provocar sobre esta un estrés de tipo bioquímico

  6. Tiene efecto antiperlidico, efecto citotoxico. • Tiene importancia en el ámbito apícola.

  7. Objetivos • Objetivo General. • -Estudio morfofisiológico de Tagetesp luego de la irrigación de aguas residuales, provocando un estrés bioquímico. • Objetivo Particulares. • -Determinación de variaciones morfológicas enTagetespluego de la irrigación de aguas residuales. (area foliar) • -Determinación de variaciones fisiológicas enTagetespluego de la irrigación de aguas residuales. (cambios en las enzimas, glucosa, clorofila y fluorecencia)

  8. Metodología • Se realizaran dos grupos de 10 plantas cada grupo • El primero será el grupo control, el cual será regado con una solución nutritiva con un sustrato de tezontle y perlita. Con un sistema de riego de gravedad. • El segundo grupo se someterá a estrés con el riego de aguas residuales, el mismo sistema de riego y sustrato.

  9. Medición de APX

  10. Espectrofotómetro a 590nm Medido por ciclos de 30seg durante 3 minutos H2O2 5µl

  11. Cuantificación de clorofila a y b

  12. Cuantificación de Xantófilas. Se realizara la extracción por maceración en frio de las flores. Utilizando como solvente una mezcla de tolueno, hexano, acetona y etanol y KOH en metanol al 40% Se cubrirá e incubara por 24 hrs, Posteriormente se separara la fase orgánica empleando Na2SO4 y hexano Se filtrara y leerá en espectro a 474 nm

  13. Cuantificación de Catalasa

  14. Se obtendrá la muestra fresca de la planta Se macerará en frio, y usando un buffer de inhibición Centrifugara a 12000 rpm 10 min Se llevara al espectrofotómetro para leer la reacción a 240 nm Se usara un buffer y H2O2 como blanco En el tubo de la muestra: 250 µl de muestra y 250 µl de H2O2 y 1 ml de buffer

  15. Referencia y fundamento • P. Apostolova, I. Yaneva, ANTIOXIDATIVE DEFENCE IN WINTER WHEAT PLANTS DURING EARLY COLD ACCLIMATION, GEN. APPL. PLANT PHYSIOLOGY, SPECIAL ISSUE, 2006, 101-108 • El agua residual produce estrés y a la vez un aumento de un radical libre el H2O2 el cual es directamente proporcional al aumento de la catalasa, esto es una medida de prevención para la planta, la catalasa degrada el H2O2 a H20 y O para eliminar esa toxicidad que produce. La catalasa se encuentra en los cloroplastos de ahí que las muestras que se toman son de las hojas.

  16. Cuantificación de carbohidratos Tapar los tubos y colocarlos en baño María por 20 min y enfriar. Disponer de una serie de tubos (8). Agregar a cada tubo 1 ml de reactivo de arsenomolibdato Agregar a cada tubo 7.5 ml de agua destilada Mezclar por inmersión y leer en espectrofotómetro usando el tubo 1 como blanco (540 nm) Realizar la gráfica para la glucosa (tubos 1 a 5) Interpolar el valor del problema y determinar su concentración.

  17. GUAIACOL PEROXIDASA Centrifugar a 12000g por 15 min.

  18. MEZCLA DE REACCION

  19. Concentraciones • Buffer de fosfatos: 0.1M pH6.5 • H2O2: 10mM • Guaiacol: 1%  Sustrato reductor

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