1 / 73

COLETA, TRANSPORTE E PROCESSAMENTO DE AMOSTRAS

COLETA, TRANSPORTE E PROCESSAMENTO DE AMOSTRAS. Keite Nogueira. COLETA DE MATERIAL. Evitar contaminação com microbiota normal do paciente Coletar antes da antibioticoterapia Usar recipientes e meios de transporte apropriados Utilizar swabs sem inibidores

taariq
Télécharger la présentation

COLETA, TRANSPORTE E PROCESSAMENTO DE AMOSTRAS

An Image/Link below is provided (as is) to download presentation Download Policy: Content on the Website is provided to you AS IS for your information and personal use and may not be sold / licensed / shared on other websites without getting consent from its author. Content is provided to you AS IS for your information and personal use only. Download presentation by click this link. While downloading, if for some reason you are not able to download a presentation, the publisher may have deleted the file from their server. During download, if you can't get a presentation, the file might be deleted by the publisher.

E N D

Presentation Transcript

  1. COLETA, TRANSPORTE E PROCESSAMENTO DE AMOSTRAS Keite Nogueira

  2. COLETA DE MATERIAL • Evitar contaminação com microbiota normal do paciente • Coletar antes da antibioticoterapia • Usar recipientes e meios de transporte apropriados • Utilizar swabs sem inibidores • A amostra deve ser identificada adequadamente e fornecer os dados necessários para o seu processamento

  3. MEIOS DE TRANSPORTE • Manutenção das amostras o mais próximo possível do seu estado original • Preservam a viabilidades das bactérias sem permitir sua multiplicação • Impossibilitam a realização da bacterioscopia de amostras acondicionadas nos mesmos.

  4. FERIDAS, ABSCESSOS, EXUDATOS • COLETA DAS AMOSTRAS: • Descontaminar as margens e superfícies da lesão com álcool 70% ou PVPI com salina (1:1) • Proceder nova limpeza com soro fisiológico. • Coletar o material purulento na parte mais profunda da ferida. • Caso a lesão seja fechada, desinfetar a pele e puncionar o material. • Biópsias de pele devem ser coletadas de ferida em queimados.

  5. FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS Secreção Ocular e uretral Secreções em geral

  6. FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS

  7. FERIDAS, ABSCESSOS, EXUDATOS • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Semeadura em Ágar Sangue e Ágar Mac Conkey • Incubação a 35-37ºC em ATM normal • obs: proceder microscopia para avaliar qualitativamente a amostra

  8. FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS

  9. FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS

  10. SECREÇÃO DE OROFARINGE COLETA • Expor as tonsilas com um abaixador de língua • Utilizando swab fazer esfregaços sobre as tonsilas e faringe posterior (procurar áreas de hiperemia, pus ou placas) • Coletar dois swabs (1 p/ cultura e 1 p/ bacterioscopia) • Enviar imediatamente o material ao laboratório

  11. SECREÇÃO DE OROFARINGE

  12. SECREÇÃO DE OROFARINGE • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Pesquisa de estreptococos ß-hemolíticos em ágar sangue fazendo cortes no ágar para evidenciar hemólise. • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal • Obs: a bacterioscopia pelo Gram não é útil.

  13. SECREÇÃO DE OROFARINGE • As culturas de orofaringe são obtidas somente para o diagnóstico da faringite estreptocócica, exceto em caso de pesquisa de portadores de bactérias envolvidas em surtos de infecção hospitalar e pesquisa de C. diphtheriae

  14. SECREÇÃO OCULAR - COLETA • Secreção conjuntival: • Para bacterioscopia e cultura: swabs de algodão alginatado • Para pesquisa de clamídia: alça bacteriológica, espátula de Kimura ou swabs de algodão alginatado • Úlcera de córnea: Espátula de Kimura, alça de platina ou lâm. de bisturi e agulhas descartáveis. • Obs: anestésico recomendado - hidrocloridrato de proparacaína (0,5%)

  15. SECREÇÃO OCULAR • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Bacterioscopia pelo Gram (delimitar a lâmina) • Semeadura em Ágar Sangue e Ágar Chocolate • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal para o AS e em tensão de CO2 para o ACH.

  16. SECREÇÃO NASAL • Indicada para pesquisa de portadores de S. aureus (MRSA) • Inserir um swab cuidadosamente pelo menos 1 cm dentro da narina e girá-lo. • Colocar em tubo de ensaio esterilizado e enviar imediatamente ao laboratório. • Semear em ágar sangue ou Manitol Salt Agar (MSA) • 3 amostras consecutivas negativas para MRSA: paciente livre do estado de portador

  17. SECREÇÃO DE OUVIDO • O material deve ser coletado pelo médico, por timpanocentese e encaminhado imediatamente ao laboratório • Em frasco próprio de transporte para anaeróbios • Material do ouvido externo não reflete a causa da otite média, exceto quando houver ruptura recente da membrana do tímpano

  18. SECREÇÃO DE OUVIDO • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Bacterioscopia pelo Gram • Semeadura em Ágar Sangue, Ágar Chocolate e Mac Conkey • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal para o AS e MC e em tensão de CO2 para o ACH.

  19. UROCULTURA • Semeadura em 30 min. ou refrigerar a 4ºC (máx. 24h). • 1ª urina da manhã ou depois de transcorridas 2 a 3 horas antes da última micção. • Não coletar urina de bolsa coletora de pacientes cateterizados com sistema de drenagem fechada. • Suspeita de BAAR: 1ª urina da manhã, 3 amostras (dias consecutivos), recomendando-se sempre fazer a cultura. • Não realizar cultura de ponta de sonda vesical.

  20. UROCULTURA • OBTENÇÃO DAS AMOSTRAS: • Jato intermediário • Saco coletor • Aspiração supra púbica • Cateterização uretral

  21. UROCULTURA • MÉTODOS DE SEMEADURA • alça calibrada: 0.01 e 0.001 mL • laminocultivo • pour plate • PROCESSAMENTO • Com alça calibrada, semear em agar CLED para contagem de colônias ou biplacas (AS/MC ou CLED/MC).

  22. UROCULTURA

  23. LÍQUIDOS CAVITÁRIOS • Ex: ascítico, articular, pleural, pericárdico, etc. • Devem ser transportados imediatamente ao lab. no prazo máx. de 30 min., na própria seringa ou tubo de ensaio esterilizado. • Líquidos límpidos podem ser semeados em frascos de hemocultura. Enviar material em separado para a bacterioscopia.

  24. LÍQUIDOS CAVITÁRIOS • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Bacterioscopia pelo Gram do sedimento (centrifugado) • Semeadura do sedimento em Ágar Sangue, Ágar Chocolate e Mac Conkey • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal para o AS e MC e em tensão de CO2 para o ACH.

  25. LÍQUIDOS ORGÂNICOS ESTÉREIS

  26. LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO

  27. LÍQUOR • Após a coleta, caso o material não seja enviado ao laboratório dentro de 15 min., deve-se usar meio de transporte para LCR. • Transferir assepticamente 1 ml de LCR para o MT de líquor, espalhando pela superfície do meio. • Enviar em tubo de ensaio esterilizado para a bacterioscopia. • Usar vidraria rigorosamente limpa e esterilizada.

  28. LÍQUOR • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Bacterioscopia pelo Gram do sedimento (centrifugado) • Semeadura do sedimento em Ágar Sangue e Ágar Chocolate. • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal para o AS e em tensão de CO2 para o ACH.

  29. ESCARRO • Obter, de preferência, o primeiro escarro da manhã, antes da ingestão de alimentos • O paciente deve escovar os dentes sem utilizar pasta dental e enxaguar criteriosamente a boca • Orientá-lo para respirar profundamente e após esforço de tosse recolher o material em frasco estéril evitando a contaminação da parte externa do mesmo • Se o material for escasso, coletar a amostra após nebulização. • Enviar imediatamente ao laboratório em TA

  30. ASPIRADO TRAQUEAL • Introduzir uma sonda de aspiração na cânula o mais profundo possível. • Coletar o material aspirado em frasco de Luken. • Enviar imediatamente ao laboratório. • Crescimento bacteriano sup. a 106 UFC/ml é indício de pneumonia em paciente sob ventilação mecânica.

  31. ESCARRO E ASPIRADO TRAQUEAL • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Bacterioscopia pelo Gram de porção significativa. • Semeadura do sedimento em Ágar Sangue, Ágar Chocolate e Mac Conkey • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal para o AS e MC e em tensão de CO2 para o ACH.

  32. ESCARRO E ASPIRADO TRAQUEAL

  33. AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DE AMOSTRAS DE ESCARRO • Amostras que apresentarem: • < 25 leucócitos p/campo • > 10 células epiteliais p/campo • São sugestivas de contaminação de orofaringe e não serão processadas para cultura • OBS.: visualização com aumento de 100X

  34. ESCARRO • DESCONTAMINAÇÃO PARA B.A.A.R. • Método de Petroff • NaOH a 4% com vermelho de fenol • HCl 2N • Fluimucil ou Ditiotretol

  35. HEMOCULTURACOLETA • Adulto: 5-10 mL em cada frasco • Infantil: 1-4 mL em cada frasco 1. Evitar anticoagulantes 2. Não se recomenda a coleta através de cateteres 3. Punções arteriais não aumentam a recuperação 4. Quanto maior o volume de sangue, melhor é a recuperação do agente etiológico 5. Proceder coleta no início do pico febril e antes da próxima dose de antibiótico

  36. HEMOCULTURA

  37. HEMOCULTURA

  38. HEMOCULTURA

  39. HEMOCULTURA

  40. HEMOCULTURA • NÚMERO DE AMOSTRAS: • Infecções sistêmicas agudas: 2 am. de punções venosas diferentes (braço D e braço E), c/ intervalo máx. 5 min. • Febre de origem desconhecida: • 2 am. coletadas no primeiro dia de punções venosas diferentes, intervalo mínimo de 1 hora. • Se negativas após 24 h de cultivo, obter  2 am • Pacientes em uso de cateter: 2 am. de locais  do cateter

  41. HEMOCULTURA • MEIOS DE CULTURA: • Frascos contendo: • T.S.B. (Triptic Soy Broth) • S.P.S. (Poloanetol Sulfonato de Sódio) • Vácuo • 5-10% CO2 • substâncias adicionais

  42. HEMOCULTURA • CONSIDERAÇÕES IMPORTANTES: • Relação volume/meio de cultura • Repique cego/repique final • Observação diária/agitação • Automação

  43. CULTURA DE CATÉTER • COLETA DA AMOSTRA: • Antissepsia do local de inserção c/ álcool 70% - 1 min. • Cortar um segmento distal (5 cm) c/ tesoura esterilizada

  44. CULTURA DE CATÉTER • TRANSPORTE DA AMOSTRA: • Em tubo de ensaio esterilizado, s/ meio de transporte • OBS: Coletar hemoculturas por punção venosa

More Related