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5. Desarrollo vegetativo

5. Desarrollo vegetativo. 5.1. Des-etiolación.

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5. Desarrollo vegetativo

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Presentation Transcript

  1. 5. Desarrollo vegetativo

  2. 5.1. Des-etiolación

  3. Cuando una plántula crece en total oscuridad bajo la superficie del suelo su tallo se alarga rápidamente, los cotiledones permanecen plegados sobre sí mismos sin expandir y el aparato fotosintético permanece en estado rudimentario, sin desarrollar. La plántula realiza escotomorfogénesis y está etiolada. Al emerger, la parte aérea es expuesta a la luz (señal) y esta frena el rápido crecimiento del tallo, induce la expansión y apertura de los cotiledones, promueve la síntesis del aparato fotosintético y de pigmentos protectores contra el exceso de luz. La plántula comienza a des-etiolarse y realiza fotomorfogénesis

  4. La luz es percibida por fotorreceptores

  5. Plantas de una misma especie tienen distintos fitocromos porque la apoproteína es codificada por distintos genes Arabidopsis thaliana: phyA, phyB, phyC, phyD, phyE Arroz: phyA, phyB, phyC También las plantas tienen más de un criptocromo y fototropina

  6. Luz blanca Oscuridad WT LUZ PHOTORRECEPTORESFOTOMORFOGÉNESIS WT cry1 cry2 phyA phyB Los mutantes de fotorreceptores tienen des-etiolación deficiente phyA phyB cry1 cry2 El pasaje de la oscuridad completa a la luz percibida por distintos fotorreceptores inicia la des-etiolación

  7. Las plantas que carecen de los fotorreceptores más importantes muestran serias alteraciones del crecimiento y desarrollo a pesar de ser cultivadas a la luz phyA phyB cry1 cry2 Planta normal

  8. Genes Dev. 2002 16: 1247-1259 LUZ PHOTORRECEPTOR HY5 FOTOMORFOGÉNESIS The Plant Journal (2002) 31(6), 741±753 WT hy5 Expresión de un promotor fusionado a GUS, cuya expresión responde a la luz (plantas cultivadas a la luz) en plantas normales (WT) y mutantes hy5 El mutante hy5 tiene des-etiolación deficiente. HY5 es un factor de transcripción ubicado constitutivamente en el nucleo HY5 hace falta para la fotomorfogénesis y para la respuesta de diversos genes a la luz

  9. LUZ COP1 FOTOMORFOGÉNESIS El mutante cop1 es des-etiolado en oscuridad Genes Dev. (1991) 5, 1172-1182.

  10. La luz percibida por fotorreceptores induce la migración de COP1 del núcleo al citoplasma LUZ FOTORRECEPTORES COP1 FOTOMORFOGÉNESIS

  11. LUZ FOTORRECEPTORES COP1 HY5 FOTOMORFOGÉNESIS COP1 es una E3 ligasa que ubiqutiniza a HY5, causando su destrucción en el proteasoma HY5 Mayor irradiancia Más luz, más HY5 NATURE |VOL 405 | 25 MAY 2000 |

  12. Modelo de acción por la vía COP1-HY5 En oscuridad, COP1 está en el núcleo y causa la destrucción de HY5 y otros factores de transcripción necesarios para la fotomorfogénesis. Hay escotomorfogénesis. La luz activa a los fotorreceptores que entonces causan la migración de COP1 al citoplasma. Ahora HY5 y otros factores de transcripción se acumulan. Hay fotomorfogénesis.

  13. Oscuridad Luz Al recibir luz, los fitocromos migran desde el citoplasma al núcleo en su forma Pfr y allí se pegan a PIF, fosforilándolos Los fotorreceptores tienen otras vías de acción: Los PIF (que habíamos introducido al hablar de giberelinas) también participan de la fotomorfogénesis. Son represores de la fotomorfogénesis en oscuridad. Los fitocromos causan su fosforilación y destrucción La señal verde corresponde a moléculas de fitocromo a las que se le adicionó por ingeniería genética una proteína fluorescente en verde (GFP). De ese modo se puede ver a dónde va el fitocromo

  14. LUZ FITOCROMOS PIF Genes necesarios para fotomorfogénesis FOTOMORFOGÉNESIS Los fitocromos interactúan físicamente con PIF y los fosforilan, causando su destrucción Los genes PIF integran las señales del ambiente luminoso con las señales endógenas provistas por las giberelinas

  15. 5.2. Fototropismo

  16. LUZ El fototropismo es el crecimiento de un órgano hacia (fototropismo positivo) o en contra (fototropismo negativo) de la dirección de incidencia de la luz. El gradiente de luz entre la cara iluminada y la cara sombreada causa un gradiente de activación de las fototropinas. El gradiente de fototropinas causa un gradiente de auxinas (menor concentración en la cara iluminada). El gradiente de auxinas causa un gradiente de crecimiento. En el tallo (fototropismo positivo) crece más la cara sombreada y el tallo se curva hacia la luz. En la raíz (fototropismo negativo) crece más la cara iluminada y la raíz se curva en contra de la dirección de incidencia de la luz

  17. LUZ LUZ LUZ Curvatura Número de ápices de coleoptilos La respuesta fototrópica está causada por un mayor crecimiento de la zona sombreada que la más expuesta a la luz. Darwin (1880) concluyó que un estímulo del crecimiento producido en el ápice del coleoptilo era transmitido a la zona de crecimiento porque la respuesta fototrópica no se producía si el ápice era eliminado o cubierto. Went (1926) mostró que la sustancia promotora del crecimiento difundía hacia un bloque de agar y su distribución asimétrica causaba la curvatura Estos experimentos llevaron al descubrimiento de la auxina

  18. SIN ESTÍMULO UNILATERAL ESTÍMULO UNILATERAL Las auxinas participan de las respuestas fototrópicas. El gradiente de luz causa la redistribución de auxina hacia la zona no iluminada No cambia la cantidad total de auxina pero si cambia la distribución (se visualiza mediante el promotor de un gen que responde a auxina, fusionado a GUS)

  19. LA DISTRIBUCION ASIMETRICA DE LAS AUXINAS PROVOCA CRECIMIENTO ASIMETRICO DE LOS ORGANOS Y ES LA BASE DE LOS TROPISMOS. El estímulo gravitrópico hace que más auxina se ubique en la parte inferior del coleoptilo El trocito inferior tiene más auxina y promueve más el crecimiento del lado en que es colocado

  20. 5.3. Gravitropismo

  21. La raíz muestra gravitropismo positivo y el tallo gravitropismo negativo Gravitropismo positivo Gravitropismo negativo botit.botany.wisc.edu/

  22. Las auxinas son transportadas desde las células hacia el apoplasto por transportadores de membrana llamados PIN Mutante pin www.mpg.de/

  23. El estímulo gravitrópico causa la redistribución de PIN3 y del flujo de auxinas Gravitropismo de la raíz: La distribución de auxina está indicada en verde y la polaridad de los transportadores PIN está indicada por la dirección de las flechas. La gravedad induce la relocalización de PIN3 y el flujo de auxina es redirigido hacia la parte inferior de la raíz, donde inhibe el crecimiento y causa la curvatura. nature chemical biology volume 5 number 5 MAY 2009

  24. 5.4. Dominancia apical

  25. La dominancia apical es el proceso mediante el cuál el ápice inhibe el crecimiento de yemas laterales. Al removerse el ápice las yemas laterales se liberan y comienzan a crecer. Con frecuencia, un nuevo ápice se transforma en dominante e inhibe a los demás www.icmag.com

  26. LAS AUXINAS PARTICIPAN EN LA DOMINANCIA APICAL Al decapitar el tallo (eliminar el ápice), las yemas que estaban inhibidas comienzan a crecer. En (A) había dominancia apical, que en (B) se ha roto. Si en lugar del ápice se coloca auxina, las yemas axilares permanecen inhibidas (C). Las auxinas producidas en el ápice mantienen la dominancia apical.

  27. + Citoquinina y Giberelina Control + Citoquinina LAS CITOQUININAS SON REGULADORES POSITIVOS DE LA RAMIFICACIÓN

  28. La auxina viaja desde el ápice hacia abajo por el tallo por transporte polar • Distribución de auxinas por el floema (de fuentes a destinos) • Transporte polar de célula a célula (modelo quimiostático): En el apoplasto (pH 5.5) el ácido indol acético (IAA) está protonado y puede entrar al simplasto atravesando la membrana por difusión o por transportadores. En el citosol (pH 7.0) se disocia dando la forma no protonada que no puede salir por difusión. La forma no protonada sólo puede salir por transportadores (PGP o PIN). La localización de estos transportadores da origen al transporte polar. • Estructura de IAAH (no hace falta conocerla). nature chemical biology volume 5 number 5 MAY 2009

  29. www.riken.go.jp/ http://www.sciencecentric.com Plantas de arveja de genotipo salvaje (izq.) y mutante deficiente en strigolactona (der.) Plantas de arroz de genotipo salvaje (izq.) y mutante deficiente en strigolactona (der.) La estrigolactona es una hormona que inhibe la ramificación

  30. Strigolactona Auxina Citoquinina Promueve Inhibe Modelo que integra la acción de distintas hormonas sobre la ramificación Plant, Cell and Environment, 32, 694–703 La yema axilar se activa dependiendo de su capacidad de exportar auxina y de su contenido de citoquininas. La estrigolactona (sintetizada en raíz y tallo)se mueven hacia arriba (presumiblemente en el flujo transpiratorio) y regulan negativamente la salida de auxina de la yema. La auxina (sintetizada en hojas jóvenes del ápice) se mueve hacia abajo por transporte polar, regula negativamente la síntesis de citoquininas y positivamente la síntesis de strigolactona. Las yemas contribuyen con auxinas, afectando el estado de otras yemas. La citoquinina (sintetizada en raíz y tallo)se mueve hacia arriba en el flujo transpiratorio.

  31. Además de las señales hormonales a nivel de planta entera, hay controles de la ramificación a nivel de yema individual. El gen TEOSINTE BRANCHED actúa en las yemas axilares inhibiendo la ramificación en maíz a | Teosinte, Zea mays ssp. Mexicana b | Maíz de genotipo salvaje (línea A158). Nótese la fuerte dominancia apical. c | Maíz mutante del gen teosinte branched 1 (tb1).

  32. 5.5. Desarrollo radical

  33. Nutrientes suficientes Alto N general Baja ramificación Alto N localizado Alta ramificación localizada Bajo P Poco crecimiento de la raíz primaria, alta ramificación Bajo S Alto crecimiento de la raíz primaria y alta ramificación Bajo K Bajo alargamiento de las raíces laterales La arquitectura de la raíz depende de la disponibilidad de nutrientes New Phytologist (2008) 179: 595–614

  34. LAS AUXINAS PARTICIPAN EN LA FORMACION DE SECUNDARIAS Y RAICES ADVENTICIAS KIBA es una auxina www.cals.ncsu.edu/ NPA es un inhibidor del transporte de auxinas www.wfu.edu/biology/faculty/muday/lateral.htm

  35. Altos niveles generalizados de Nitrógeno reducen la ramificación de las raíces. Esto podría deberse a un aumento en los niveles de auxinas, porque al pasar plantas de un nivel mayor de Nitrógeno en el medio a uno menor, los niveles de auxina en la raíz aumentan. Annals of Botany 97: 875–881, 2006

  36. ALTO P BAJO P Los niveles bajos de P reducen los niveles de auxinas en el ápice de la raíz y la actividad mitótica en esa región. Este es un efecto de auxina sobre el crecimiento de la raíz principal ligado a la división celular.

  37. Auxina Citoquinina LAS AUXINAS INDUCEN LA FORMACIÓN DE RAÍCES, MIENTRAS QUE LAS CITOQUININAS INDUCEN LA FORMACIÓN DE HOJAS Y TALLOS A PARTIR DE CALLOS

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