1. Mesure du chlore résiduel libre 2. Procédure d´échantillonnage

1. Méthodologie Analyse bactériologique 1. Mesure du chlore résiduel libre 2. Procédure d´échantillonnage 3. Conditionnement des échantillons 4. Analyse bactériologique kit Delagua

2. 1. Mesure du chlore résiduel libre • Rincez le pool tester trois fois avec l´eau à analyser avant son utilisation • Remplissez les deux compartiments avec l’eau à analyser • Ajoutez un comprimé de DPD1 dans le compartiment de la mesure du chlore • Ajoutez un comprimé de rouge phénol dans le compartiment de la mesure du PH

3. 1. Mesure du chlore résiduel libre • Remettre les bouchons et fermer hermétiquement • Dissoudre les comprimés en retrournant le comparateur plusieurs fois. Ne pas secouer le comparateur • Lire la mesure du chlore résiduel libre et du PH en comparant les couleurs des solutions avec les couleurs des témoins à la lumière du jour Le PH doit être compris entre 6.4 et 8.5Si la concentration en chlore résiduel libre est <0.2mg/L, procédez à un échantillonnage stérile pour analyse bactériologique 3

4. 2. Procédure d´échantillonnage • A Echantillonnage pour borne fontaine • Utilisez un récipient/sac stérile • Se laver les mains avec du savon, enlevez les possible tuyaux connectés au robinet et Nettoyez le robinet avec du savon • Laissez couler le robinet pdt 30s • Désinfectez le robinet avec de l´alcool en enflammant un coton • Laissez couler le robinet pdt 30s • Rincez le sac plusieurs fois avec l´eau à analyser • Remplissez le sac jusqu’au trait des 100ml. Ne laissez aucun volume d´air au-dessus de l´échantillon. • Étiquetez le sac stérile et enregistrez l´échantillonnage dans un carnet/relevé • Prélevez deux échantillons de la même borne pour comparer les résultats des analyses bactériologiques (Idéalement trois).

5. 2. Procédure d´échantillonnage • B Echantillonnage pour bidon de 20L • Utilisez un récipient/sac stérile • Se laver les mains avec du savon • Rincez le sac plusieurs fois avec l´eau à analyser • Ne pas mettre en contact le sac stérile et le bidon • Remplissez le sac jusqu’au trait des 100ml. Ne laissez aucun volume d´air au-dessus de l´échantillon. • Étiquetez le sac stérile et enregistrez l´échantillonnage dans un carnet/relevé • Prélevez deux échantillons du même bidon pour comparer les résultats des analyses bactériologiques (Idéalement trois).

6. 2. Procédure d´échantillonnage • C Echantillonnage pour réservoirs / puits / eau stagnante / cours d’eau • Utilisez un récipient/sac stérile • Se laver les mains avec du savon • Plongez le sac à une profondeur min de 30cm et relevez en maintenant l´ouverture vers le haut • Gardez les mains éloigné de l´ouverture du sac stérile afin d´éviter toute contamination • Si la source n´est pas accessible, utilisez le câble et le récipient d´échantillonnage fournit dans le kit Delagua. • Si la source est un cours d´eau, l´échantillon doit être pris où il ya du courant et à contre courant • Remplissez le sac jusqu’au trait des 100ml. Ne laissez aucun volume d´air au-dessus de l´échantillon. • Étiquetez le sac stérile et enregistrez l´échantillonnage dans un carnet/relevé • Prélevez deux échantillons de la même source pour comparer les résultats des analyses bactériologiques (Idéalement trois).

7. 3. Conditionnement des échantillons • Les échantillons doivent être conservés dans une glacière à 4°c • Les échantillons doivent être analysés dans les 6h suivant leur prise • Ne pas oublier de prendre en compte le temps d´acheminement des échantillons au laboratoire et de préparation à l´incubation

8. 1 2 3 4. Analyse bactériologique A. Stérilisez l´ensemble de filtration 1. Verser environ 20 gouttes de méthanol dans le flacon de filtration 2. Enflammer le méthanol en prenant soin d´incliner le flacon vers le haut afin de ne pas se bruler 3. Attendre que le méthanol se consume puis vissez l´ensemble de filtration en position 2. Attendre au minimum 15min avant son utilisation

9. 5 6 4. Analyse bactériologique B. Préparation de la boite de pétri Stérilisez les boites de pétri en les plongeant dans l´eau bouillante pendant 10min ou utilisez un chalumeau et assemblez les boites encore chaudes ou utilisez un chiffon propre imbibé de méthanol. 4 5. Déposez un tampon absorbant à l´aide du distributeur dans les boites de pétri. Ne pas toucher le tampon avec les doigts 6. Versez le milieu de culture sur le tampon jusqu´à humidification totale de ce dernier

10. 4. Analyse bactériologique C. Filtration de la membrane 7. Enflammez l´extrémité de la pince à épiler 7 8. Laissez refroidir la pince à épiler en l´accrochant au kit. L´extrémité de la pince ne doit pas rentrer en contact avec le kit afin de rester stérile 8 9. Dévissez le collier plastique et l´entonnoir de filtration. Les déposez sur la base de filtration. Ces objets ne doivent pas être déposés sur une surface non stérile 9

11. 4. Analyse bactériologique C. Filtration de la membrane 10. Retirez la membrane de filtration de son sachet à l´aide de la pince à épiler stérile 10 11. Déposez la membrane sur le support de filtration 11 12. Celez fermement l'ensemble de filtration. 12

12. 4. Analyse bactériologique C. Filtration de la membrane 13. Versez le contenu de l´échantillon dans l´entonnoir de filtration 13 14 14. Connectez la pompe à vide à l'appareil de filtration. Pompez jusqu´à ce que l'entonnoir ne contienne plus d´eau

13. 4. Analyse bactériologique C. Filtration de la membrane 15 15. Retirez la membrane du support de filtration 16 16. Déposez la membrane dans la boite de pétri sur le tampon absorbant

14. N°10 4. Analyse bactériologique 17 17. Fermez la boite de pétri et référencez la boite à laide d'un marker 18 18. Disposez les 16 boites de pétri (couvercle en haut) dans l'incubateur même celles non utilisées. Incubez les échantillons entre 16 et 18 h. Vérifiez que la batterie fonctionne!

15. 4. Analyse bactériologique D. Compte des colonies 1. Il est important que les colonies soient comptées dans les 15min qui on suivi le retrait des boites de pétri de l’incubateur 2. Comptez toutes les colonies jaunes qui ont une diamètre entre 1 et 3mm. 3. Souvent 2 colonies ou plus s’unissent. Examiner la forme de la colonie. Il est normalement facile de distinguer combien de colonies se sont unis. Compter chacune des sous colonies. 4. Ne pas comptez les colonies transparentes, roses/rouges, bleues/grises

16. 4. Analyse bactériologique D. Compte des colonies 5. Convertissez le compte en nombre de colonies par 100 ml * CF: Coliformes fécaux 6. Les consommables contaminés par le milieu de culture doivent être stérilisés avant d’être jeter ou incinérer